细胞生物学实验的内容简介
《细胞生物学实验(第3版)》在保留第2版简明、可操作性强等特点的基础上，删除了相对陈旧和不适用的实验，增加了反映目前细胞生物学研究现状和发展趋势的实验，并对每个实验的结构体系进行了调整，强化了要点提示及注意事项，增加了预期实验结果。全书共3篇7章42个实验和11个附录。第一篇7个实验介绍了“普通光学显微镜”、“特殊光学显微镜”、“激光扫描共聚焦荧光显微镜”、“双光子激光扫描荧光显微镜”和“电子显微镜”的原理及使用方法；第二和第三篇从基础性、综合性和设计性实验层面安排了35个实验，涵盖了“细胞形态结构和生理活动”、“细胞分裂与染色体标本制备”、“细胞培养、遗传转化及基因表达”、“染色体分析技术”以及“细胞周期与细胞凋亡”等内容，旨在培养学生的基本实验技能和综合创新能力；附录部分提供了“实验室注意事项”、“实验报告的书写要求”、“离心机转数与离心力换算表及公式”、“常用缓冲液的配制”和“常用细胞生物学词汇”等资料。书后附有部分实验的彩色图片和照片。《细胞生物学实验(第3版)》配有数字课程（基础版）网站。网站内容包括部分实验内容的录像片段、彩色图片和照片，供学有余力的学生学习和教师教学参考。《细胞生物学实验(第3版)》适合作为综合性大学、师范、农林、医学等院校相关专业本科生的细胞生物学实验教材使用，也可供研究生、相关科研及实验技术人员参考。
细胞生物学实验技术有哪些
细胞生物学研究所用的实验技术包括：遗传学、病理学、免疫学、生物化学、基因组学、蛋白质组学和分子生物学的理论和方法探讨疾病发生和发展的分子机制。为整个疾病过程寻求特异的分子诊断指标，以及利用分子生物学技术为这些分子诊断指标建立临床实用的检测方法。
细胞培养技术指的是细胞在体外条件下的生长，在培养的过程中细胞不再形成组织（动物）。
培养物是单个细胞或细胞群。细胞在培养时都要生活在人工环境中，由于环境的改变，细胞的移动或受一些其他因素的影响，培养时间加长，传代导致细胞出现单一化型。
细胞生物学中常用的实验技术或者方法
第二节 细胞生物学实验方法与技术当前细胞生物学与医药保健事业联系的较为紧密的热点问题主要有以下几种：1）真核细胞基因结构及其表达调控；2）细胞膜、膜系、受体与信号传递研究；3）细胞生长、分化、衰老、癌变、死亡，尤其是程序性细胞死亡的研究；4) 细胞工程，包括基因工程及体细胞核移植的研究。一、细胞培养常用方法 1、细胞原代培养（primay culture） 又称初代培养，即直接从机体取下细胞、组织、或器官、让他们在体外维持与生长。原代细胞的特点是细胞或组织刚离开机体，他们的生物状态尚未发生很大的改变，一定程度上可反映他们在体内的状态，表现出来源组织或细胞的特性，因此用于药物实验尤其是药物对细胞活动、结构、代谢、有无毒性或杀伤作用等研究是极好工具。常用的原代培养方法有组织快培养法及消化培养法。前者方法简单，细胞也较易生长，尤其是培养心肌有时能观察到心肌组织块的搏动。细胞从组织块外长并铺满培养皿或培养瓶后即可进行传代。2、细胞的传代培养 当细胞生长至单层汇合时，便需要进行分离培养否则会因无繁殖空间、营养耗竭而影响生长，甚至整片细胞脱离基质悬浮起来直至死亡。为此当细胞达到一定密度时必须传代或再次培养，目的是借此繁殖更多的细胞，另一方面是防止细胞的退化死亡。二、器官培养方法器官培养（organ culture）是指用特殊的装置使器官、器官原基或它们的一部分在体外存活，幷保持其原有的结构和功能。器官培养可模拟体内的三维结构，用于观察组织间的相互反应、组织与细胞的分化以及外界因子包括药物对组织细胞的作用。器官培养方法很多，最经典的方法即表玻皿器官培养法；一种最常用的方法是不锈钢金属网格法及Wolff培养法和扩散盒培养法，实验者可根据情况选择采用。三、放射自显影术测定放射自显影术（autoradiography）是利用放射性同位素电离辐射对核子乳胶的感光作用，显示标本或样品中放射物的分布、定量以及定位的方法。放射性同位素能在紧密接触的感光乳胶中记录下它存在的部位和强度，准确显示出形态与功能的定位关系。现已可将放射自显影术与电镜以及生物分子结合起来。不但可以研究放射性物质在组织和细胞内的分布代谢，而且可以揭示核酸合成及其损伤等改变，目前已在生命科学各领域被广泛应用。四、染色体分析技术 染色质或染色体是遗传物质在细胞水平的形态特征。前者是指当细胞处于合成期时遗传物质经碱性染料着色后，呈现出细丝状弥漫结构；当细胞进入分裂期时，染色质细丝高度螺旋化凝聚为形态有特征的染色体。特别是在分裂中期，复制后的染色体达到最高程度的凝聚，称为中期染色，是进行染色体形态观察分析的最佳时期。染色体分析应用领域越来越广，主要用于以下几方面：1）为临床诊断提供新手段；2）研究不育和习惯性流产发生的遗传基础；3) 通过检查胎儿的染色体，预防有染色体异常患儿出生（先天愚型）；4）根据染色体的多肽性进行亲子和异型配子的起源研究；结合DNA重组技术可以将基因定位于染色体的具体区带上。五、电镜技术 早在1940年，英国剑桥大学首先试制成功扫描电子显微镜，但因分辨率低无实用价值。1965年英国剑桥科学仪器有限公司开始生产出商品扫描电镜，其以显著优点广泛用于生物学、医学、物理学、化学、电子学及勘探、冶金、国防、公安、机械与轻工业等诸多领域，并已成为非常有用的研究工具。
分子细胞生物学研究所用的实验技术有哪些
分子细胞生物学研究所用的实验技术有哪些
分子诊断学的研究范畴包括：利用遗传学、病理学、免疫学、生物化学、基因组学、蛋白质组学和分子生物学的理论和方法探讨疾病发生和发展的分子机制。为整个疾病过程寻求特异的分子诊断指标，以及利用分子生物学技术为这些分子诊断指标建立临床实用的检测方法。
细胞培养技术指的是细胞在体外条件下的生长，在培养的过程中细胞不再形成组织（动物）。
培养物是单个细胞或细胞群。细胞在培养时都要生活在人工环境中，由于环境的改变，细胞的移动或受一些其他因素的影响，培养时间加长，传代导致细胞出现单一化型。
微生物细胞的固定方法有哪些？常用的是哪种？
微生物细胞的固定方法有主要有物理吸附法和包埋法两种。
1．物理吸附法
带电的微生物细胞和载体之间的静电相互作用，使细胞体吸附固定在硅藻土、木材、玻璃、陶瓷和塑料等载体上。如酵母细胞是带负电的，在固定时要选择带正电的载体。在PH4时，热带假丝酵母、酿酒酵母等在陶瓷表面上的吸附程度较大，载体表面的40~70%被细胞牢固吸附，不会被高流培养液冲掉。载体的性质也影响细胞与载体之间的相互作用，主要是载体的成分、表面电荷、表面积和PH的影响。所有的玻璃和陶瓷都是由不同比例的氧化硅、氧化镁等组成，如将玻璃等放在溶液中，在它的表面会发生离子交换，形成不再是铝、硅等的氧化物，而为相应的氢氧化物。载体表面的羟基可被微生物细胞表面的氨基或羧基所取代，在细胞与载体之间形成键。物理吸附法固定化活细胞的酶活性不受影响，但吸附过程相当复杂，吸附过程与微生物的性质、载体的特性及细胞与载体之间发生的相互作用有关，只有这些参数配合恰当时才能形成稳定的微生物细胞-载体复合物。
物理吸附法固定微生物细胞现已广泛用于废水处理工程——生物膜法，中国科学院微生物研究所应用自养菌和异养菌的混合菌，吸附于玻璃钢蜂窝填料繁殖成生物膜，用以处理含硫氰酸钠的腈纶废水。北京工业大学应用驯化的混合菌吸附于活性炭的大孔及其表面，用以处理印染废水等。
2．包埋法
将微生物细胞用物理的方法包埋在琼脂、海藻酸钠、明胶、聚丙烯酰胺和聚乙烯醇（PVA）等凝胶载体内，使微生物细胞固定化。一般的包埋成形法比较复杂、机械性能差、易磨损、不适于大批量生产。因而近年来一些学者又研究了一种制备珠型固定化细胞技术。
1）琼脂凝胶包埋法，称取4g琼脂或琼脂糖溶于50ml 0.2M pH7.0磷酸缓冲液中，加热溶解后，冷却到55℃左右，将细胞浓度为60%左右细菌悬浮液于40℃下保温，然后与琼脂溶液混合均匀。用注射器针头将热的混合液滴入冷的甲苯溶液，四氯乙烯溶液或液体石腊内，冷却形成2~3mm直径的小球。或将热琼脂-细菌混合液流加到搅拌下的500ml30℃的醋酸丁酯中，加完后继续搅拌3分钟，到混合物分散成小滴，迅速加入300ml冷的醋酸丁酯，再搅拌2~5分钟，倾去醋酸丁酯，抽滤干，用缓冲液洗至无醋丁酯味，即制成珠型固定化细胞，小珠约在1~3mm。使用前将球形固定化细胞放入消毒好营养液中30℃活化24小时后再用。
2）海藻酸钙凝胶包埋法 称取2g海藻酸钠，加30ml生理盐水于高压灭菌锅中加热溶解、冷却到40℃，取20ml与20ml细胞浓度为50%的细菌悬浮混合均匀，然后用注射器针头滴加到0.1M氯化钙或4%的氯化钡溶液中，边滴边摇，使其形成2mm直径球型小珠，然后用生理盐水洗涤。或将混合液流加到搅拌下的200~500ml醋酸丁酯中，当分散成小滴后，迅速加入5ml 0.1M的二氯化钙溶液,继续搅拌5~10分钟,自然沉降,倾去醋酸丁脂,再加入50ml 0.1M的二氯化钙溶液,浸泡1小时,进一步固化,然后用蒸馏水彻底洗涤,即得直径为1~3mm珠型固定化细胞。干后可保存于低温下，使用前需放入消毒好的营养液中30℃活化24小时后再用。由于磷酸盐会破坏凝胶的结构，因而在使用海藻酸钠固定细胞时尽量防止磷酸盐的加入。
3）明胶包埋法 称取6g明胶，加入50ml 0.1M pH7.0的磷酸缓冲液，加热溶解后冷却至40℃，取20ml与20ml细胞浓度为60%的细菌悬液在40℃混合均匀，冷却凝固后切成1~2mm3方块，然后再加2.5%戊二醛，使包埋块悬浮在戊二醛溶液中，室温下轻轻搅拌4小时进行交联，滤去戊醛后，逐次用0.1M氯化钠和去离子水洗涤后即成。或者将明胶-菌体混合液流加到200ml 20℃搅拌下的醋酸丁酯溶液中，当分散成小珠后，迅速加入5ml 5%的戊二醛溶液，继续搅拌5~10分钟，倾去醋酸丁酯，水洗即得到珠型固定化细胞，再放入50ml的pH5.0的戊二醛溶液中浸泡30分钟，然后彻底洗涤，即获得直径1~3mm的球形小珠。使用前将其放入营养液中30℃活化24小时后再用。用戊二醛交联的明胶包埋法，可获得机械强度及工作稳定性较好的固定化细胞。
4）聚丙烯酰胺凝胶包埋法，引此法是较常用的一种包埋法。聚丙烯酰胺凝胶是由丙烯酰胺单体和交联剂甲叉双丙烯酰胺在催化剂作用下聚合形成三维网状结构的凝胶。常用的催化剂和加速剂是过硫酸铵和四甲乙二胺或三乙醇胺。
称取17.6g丙烯酰胺和1.2g N—N′—甲叉双丙烯酰胺溶于0.05M pH7.0的Tris-HCl缓冲液中，取20ml与5g的湿菌泥混合均匀，加入50μl的40%过硫酸铵，混合均匀后流加到搅拌的豆油或液体石蜡中，搅拌分散成小滴，迅速加入250μl的四甲基乙二胺，小滴即很快聚合形成小珠，倾去流体，用水或缓冲液充分洗涤即可获得珠型固定化细胞。或将菌泥混合液加入1%过硫酸铵0.25ml和10%三乙醇胺4 ml，将上述混合液搅拌均匀，不要出现气泡，置于40℃恒温浴中30分钟左右，即形成聚内烯酰胺凝胶固定化细胞，在凝胶未干时切成2~3mm3小块，于50~60℃中干燥后保存。使用前将包埋好的固定化细胞放入消毒后的营养液中活化24小时再用。最常用的是包埋法。
关于细胞生物学实验的问题！！！！
实验、叶绿体的分离与荧光观察
实 验 目 的
1. 通过植物细胞叶绿体的分离, 了解细胞器分离的一般原理和方法。
2. 观察叶绿体的自发荧光和次生荧光, 并熟悉荧光显微镜的使用方法。
实 验 原 理
将组织匀浆后悬浮在等渗介质中进行差速离心，是分离细胞器的常用方法。叶绿体的分离应在等渗溶液(0.35mol/L氯化钠或0.4mol/L蔗糖溶液)中进行, 以免渗透压的改变使叶绿体到损伤。将匀浆液1000r/min的条件下离心2min, 以去除其中的组织残渣和未被破碎的完整细胞。然后，在3000r/min的条件下离心5min，即可获得沉淀的叶绿体(混有部分细胞核)。分离过程最好在0~5℃的条件下进行；如果在室温下，要迅速分离和观察。
利用荧光显微镜对可发荧光的物质进行检测时，将受到许多因素的影响，如温度、光、淬灭剂等。因此在荧光观察时应抓紧时间, 有必要时立即拍照。另外，在制作荧光显微标本时最好使用无荧光载片、盖片和无荧光油。
实 验 用 品
一、器材
1.主要设备: 普通离心机、组织捣碎机、粗天平、荧光显微镜。
2.小型器材: 500ml烧杯2个, 250ml量筒1个, 滴管20支, 10ml刻度离心管20支, 试管架5个，纱布若干，无荧光载片和盖片各4片。
二、材料 新鲜菠菜。
三、试剂 0.35mol/L氯化钠溶液，0.01%吖啶橙(acridine orange)。
实 验 方 法
一、叶绿体的分离与观察
1. 选取新鲜的嫩菠菜叶，洗净擦干后去除叶梗脉，称30g于150ml 0.35mol/L NaCl溶液中，装入组织捣碎机。
2. 利用组织捣碎机低速(5000r/min)匀桨3~5min。
3. 将匀浆用6层纱布过滤于500ml烧杯中。
4. 取滤液4ml在1000r/min下离心2min。弃去沉淀。
5. 将上清液在3000r/min下离心5min。弃去上清液，沉淀即不叶绿体(混有部分细胞核)。
6. 将沉淀用0.35mol/LNaCl溶液悬浮、
7. 取叶绿体悬液一滴滴于载玻片上，加盖玻片后即可在普通光镜和荧光显微镜下观察。
(1)在普通光镜下观察。
(2)在荧光显微镜下观察叶绿体的直接荧光。
(3)在荧光显微镜下观察叶绿体的间接荧光：取叶绿体悬液一滴滴在无荧光载片上，再滴加一滴0.01%吖啶橙荧光染料, 加盖片后即可在荧光显微镜下观察。
二、菠菜叶手切片观察
用剔须刀片将新鲜的嫩菠菜叶切削出一斜面置于载玻片上，滴加1~2滴0.35mol/L NaCl溶液，加盖片后轻压，置显微镜下观察。
(1)在普通光镜下观察。
(2)在荧光显微镜下观察其直接荧光。
(3) 观察间接荧光：向手切片上滴加1～2滴0.01%吖啶橙染液，染色1min，洗去余液, 加盖片后可在荧光显微镜下观察间接荧光。
实 验 结 果
一、叶绿体的分离和观察
1. 普通光镜下，可看到叶绿体为绿色橄榄形，在高倍镜下可看到叶绿体内部含有较深的绿色小颗粒，即基粒。
2. 以Olympus荧光显微镜为例，在先用B(bule)激发滤片、B双色镜和O530(orange)阴断滤片的条件下，叶绿体发出火红色荧光。
3. 加入吖啶橙染色后，叶绿体可发出桔红色荧光，而其中混有的细胞核则发绿色荧光。
二、菠菜叶手切片观察
1. 在普通光镜下可以看到三种细胞 (1)表皮细胞: 为边缘呈锯齿形的鳞片状细胞; (2)保卫细胞: 为构成气孔的成对存在的肾形细胞；(3)叶肉细胞: 为排列成栅状的长形和椭圆形细胞。叶绿体呈绿色橄榄形，在高倍镜下还可以看到绿色的基粒。
2. 在荧光显微镜下，叶绿体发出火红色荧光，但其荧光强度要比游离叶绿体弱, 气孔发绿色荧光，两保卫细胞内的火红色叶绿体则环绕气孔排列成一圈。表皮细胞内的叶绿体数量要比叶肉细胞少。
3. 用吖啶橙染色后，叶绿体则发出桔红色荧光，细胞核可发出绿色荧光, 气孔仍为绿色。
作 业
1. 在普通光学显微镜下，用目微尺和台微尺测量一下叶绿体的长轴和短轴，分别测量5~10个叶绿体，求其平均值。
2. 在荧光显微镜下，观察叶绿体的自发荧光时，更换滤镜系统，叶绿体的颜色是否有变化？
实验五、 植物染色体标本制备与观察
实验目的
学习植物染色体标本的制备技术，了解Feulgen反应的基本原理,学习其操作方法和压片法,初步掌握细胞分裂各期的主要特点.
核酸是生物最重要的组成成分,核酸分为两大类,即脱氧核糖核酸(DNA)和核糖核酸(RNA).它们在细胞内的分布及化学性质均有所不同.DNA主要分布在核的染色质或有丝分裂过程中出现的染色体内.RNA分布在细胞质和核仁内.但在染色质及染色体中也含有少量的RNA,核仁中也有少量的DNA.在线粒体,叶绿体等细胞器内除含有RNA外,也含有少量的DNA.
实验原理
Feulgen反应的原理是根据DNA经弱酸(1mol/L)水解后,打开料嘌呤和脱氧核糖连接的键,在脱氧核糖的一端形成有离的醛基.这些醛基就在原位与Schiff试剂结合,形成含醌基( )的化合物,醛基是一个发色团所以具有颜色,因此凡有DNA的部位,就呈现紫红色.
实验材料
大麦、黑麦或小麦种子
实验内容
植物染色体标本的制备及DNA的显示法-Feulgen反应
压片法
细胞有丝分裂相的观察
实验步骤
（一）植物染色体标本的制备
1、将植物种子放在潮湿的滤纸上，20°C发芽，待胚根长至1～2cm时，切取0.5cm长的根尖部分。
2、预处理：将切下的根尖浸入0.1%秋水酰素液中，室温下处理3～4小时。
3、固定、水解及染色：
Camoy固定剂
固定10-30分钟 ➞ 95%酒精10分钟 ➞ 70%酒精10分钟 ➞ 蒸馏水 →(对照) 5%三氯醋酸 ➞ 90oC 15分钟
➞ 1mol/L HCl ← 蒸馏水 ➞ 1mol/L HCl ➞ 60 oC 8分钟 ➞ Schiff试剂40 -60分钟 ➞ 亚硫酸水(1,2,3) ➞ 换3次,每次5分钟自来水 ➞ 将染色后的根尖漂洗干净,悬着染色效果好的材料 ➞ 蒸馏水 ➞ 压片 ➞ 镜检
(二) 压片法
压片的操作步骤如下,把根尖放在载片上,用刀片切取根尖(0.3cm),纵切根尖,加一滴水,用解剖针将根尖纵向分成若干小条,保留1-2小条,加盖玻片,用铅笔端轻轻敲击盖玻片,使细胞分离,压平呈云雾状.
（三）蚕豆(或洋葱)根尖压片的观察
首先在低倍镜下,区分根尖的分生组织区及延长组织区的细胞,然后,在高倍镜下,观察细胞核的形态,注意在你的片子上,是否有有丝分裂细胞,如有,你能找到细胞分裂期的几个阶段,其特征如何 (可参照附录)
做Feulgen反应时,应注意的几个问题
固定剂的选择:一般常选用Carnoy固定液.其他的固定剂如Flemming固定剂及Champy固定剂等均可用,但不能使用Bouin固定剂.
水解时间:水解时间一定要合适,不宜过长或不足,否则会影响实验结果.如用Carnoy固定液固定的材料,水解时间一般在8-15分钟之间.水解时间的长短要随不同的材料及不同的固定剂而定.
Schiff试剂的质量:在做Feulgen反应时,重要的因素就是Schiff试剂的质量问题.实验时,要注意试剂颜色是否正常,有无SO2的气味.
洗涤剂的重要性:漂洗时,所用的亚硫酸水,最好在每次实验前临时配制,以便保持较浓的SO2.
实验对照组:一定要做对照片,以便说明实验结果的真实性.
操作过程中,用镊子镊取根尖的生长区部位,切勿夹取根冠部位.
鸦片过程中尽量使根尖分生组织细胞保持原来的分布状态.
习题
简述Feulgen反应的原理
欲得到一张好的Feulgen反应制片,制片过程中应注意些什么
绘制细胞分裂图。
实验六 植物原生质体的制备
实验目的
1.学习植物原生质体的分离制备技术，观察原生质体的形态。
2.学习植物原生质体的融合技术，观察不同方法融合细胞的形态及变化。
实验用品
显微镜，擦镜纸，剪子，镊子，小平皿，吸管四支，直式漏斗，300目尼龙网，10ml离心管，载片，盖片。
实验原理
原生质体（protoplast）这个术语最早是由Hanstein在1880年提出来的。确切地说，食用菌原生质体是指细胞壁完全消除后余下的那部分包裹的裸露的细胞结构。
植物的花瓣细胞在经过纤维素酶，离折酶处理后，纤维素和果胶成分遭到破坏，造成原生质体脱离细胞壁进入培养液中。
植物花瓣细胞中的大液泡中存在有大量色素，且不同的细胞色素不同，因此可以在不对细胞染色的情况下，通过颜色范围辨认不同细胞的原生质体，以及同种间细胞融合和异种间细胞融合情况。
PEG是一种高分子化合物，由于含有醚键而具有负极性，与水，蛋白质和碳水化合物等一些正极化基团形成氢键。当PEG分子足够长时，可作为邻近原生质体表面之间的分子桥而使之粘连。PEG也能连接Ca2+等阳离子。Ca2+可在一些负极化基团和PEG之间形成桥，因而促进粘连，在洗涤过程中，连接在原生质体膜上的PEG分子可被洗脱，这将引起电荷的紊乱和再分布，从而引起原生质体融合，高Ca2+高pH清洗则增加了质膜的流动性，因而大大提高了融合频率，洗涤时的渗透冲击对融合也可能起作用。
实验试剂
1.洗涤液：
甘露醇 0.6 M
CaCl2?2H2O 8 mM
NaH2PO4?H2O 2 Mm
Ph 5.6
实验步骤
1.酶液的制备 把纤维素酶（EAS－867）溶于0.5～0.7摩尔/升甘露醇内，加10毫摩/升氯化钙溶液作稳定剂。酶溶解后，经4000转/分离心机沉降原生质体，20分钟后，取上清液。经针筒型过滤器，再经0.45微米微孔滤膜过滤后，在无菌箱内把酶液分装在三角烧瓶内，贮存在冰箱里备用。
2.材料准备 把生长在温室，苗龄60天以上的烟草植株，取上中部全展叶，在日光下照射2小时，使它萎蔫。也可以用温室生长的蚕豆叶作同样处理，或用大田收获的胡萝卜，放在0℃以上低温备用。萎蔫后的叶片浸在3%的漂白精片溶液中15～20分钟，再用无菌水冲洗干净，用无菌吸水纸吸干表面水分。
3.酶解 用尖头镊子撕去叶片下表皮，剪成小块。胡萝卜则用刀片削去表皮和中柱，取用皮层部，切成小块。以上材料1克，放入盛有10毫升酶溶液的培养皿里，加盖。在28～30℃下保温1.5～3小时。
4.洗涤 叶片或其他组织经酶解后会出现圆形的游离原生质体，原生质体悬浮液内有未消化的组织、碎片、细胞和破裂的原生质体。用滤纸或尼龙布滤去粗杂质，再把原生质体悬浮液移到离心管，用手摇离心机转动2分钟，吸去上清液（见图），再加入0.5毫升甘露醇洗涤2～3次，最后就得到较为纯净的原生质体，可以供进一步培养或作其他实验用。
实验七 细胞融合方法
实验目的
1、初步掌握动物细胞PEG融合的方法。
2、学习细胞融合及其应用的有关知识。
实验原理
2个或2个以上的细胞合并为1个细胞的现象，称为细胞融合。细胞融合的主要方法有病毒法、聚乙二醇（PEG）法和电融合方法。
用PEG处理细胞，能使质膜性质发生改变，导致细胞膜融汇，胞质流通，最后导致细胞融合。
实验器材、材料与试剂
1、仪器：
光学显微镜，离心机，恒温水浴锅，C02培养箱，超净台，倒置显微镜等。
2、材料
新鲜鸡红细胞，无菌注射器，6号针头，刻度离心管，试管，载玻片，盖玻片。
3、试剂
50%PEG，Hanks液，甲醇，Giemsa染液，碘酒，75%乙醇
实验方法
(1)取新鲜鸡血以0.85％生理盐水制成10％的悬液。
(2)称取0.5克PEG(MW=4,000)放入试管内，在酒精灯上融化之，迅速加入0.5ml预热的Hanks液混匀制成50％的PEG溶液。放入37℃水浴中待用。
(3)取上述10％的鸡红细胞悬液1ml放入离心管中，再加入5ml Hanks液混匀，然后以1,000rpm离心5分钟，小心弃去上清，用指弹法将细胞团块弹散。
(4)取上述50％PEG溶液0.5ml，在1分钟内滴加到鸡红细胞悬液，边加边轻轻摇动混匀。待PEG全部加入后静置1分钟左右。此全部过程都要求在37℃水浴内进行。
(5)缓慢滴加9ml Hanks液以终止PEG的作用，在37℃水浴内静置5分钟。
(6)离心弃上清后，取一滴融合后的细胞悬液滴片，加盖片镜检。
细胞生物学实验技术的介绍
本教材是山东省优秀教学成果一等奖——“细胞生物学教学改革及教书育人的研究与实践”的重要组成部分，也是细胞生物学山东省精品课程的重点建设内容之一。本教材包括细胞形态与结构观察技术、细胞化学分析技术、细胞生理学技术、细胞工程技术等模块的31个实验，这些实验既包括了细胞生物学的一些经典实验，又增加了较多的内容新颖、技术先进、教学实用性强的细胞生物学实验，有利于培养学生的综合实验素质和科研能力。
细胞生物学实验的基本要求有哪些？
有关细胞生物学实验的问题。毛囊细胞核仁组织区银染实验中，乙酸和盐酸的作用：降低银离子还原速度，使得非银染区的银离子短时间内不发生还原反应，从而降低实验结果的本底，增加可靠性。利用荧光显微镜对可发荧光的物质进行检测时，将受到许多因素的影响，如温度、光、淬灭剂等。因此在荧光观察时应抓紧时间，有必要时立即拍照。另外，在制作荧光显微标本时最好使用无荧光载片、盖片和无荧光油。实验原理在碱性条件下，用甲醛将蛋白带上的硝酸银（银离子）还原成金属银，以使银颗粒沉积在蛋白带上。染色的程度与蛋白中的一些特殊的基团有关，不含或者很少含半胱氨酸残基的蛋白质有时候呈负染。银染的详细机制还不是非常清楚。试剂：乙醇、冰醋酸（纯乙酸）、乙酸钠、硫代硫酸钠、硝酸银、碳酸钠、甘氨酸或 EDTA. Na2.2H2O、甲醛。
细胞学的试验
在实验室中，细胞有丝分裂试验应注意以下技术环节：一、纺锤体阻断剂（Spindle inhibitor）在有丝分裂过程中，随着纺锤丝的形成，染色体被牵引到一起难以观察其形态。纺锤体的形成在于细胞质和纺锤体成分的粘度之间的平衡，因此，改变细胞质的粘度，即可破坏纺锤体形成，从而使得染色体均匀散开，且染色体缢痕区更为清楚。在培养中使用的纺锤体阻断剂为秋水仙素，在终止培养前加入适量秋水仙素，使正在分裂的细胞停留在中期，以获得大量分裂相供分析之用。秋水仙素的浓度范围比较宽，一般使用浓度0.05—0.8微克/毫升，在终止培养前处理2—4小时。但在实际工作中需要借助浓度和处理时间来控制染色体的收缩程度。秋水仙素作用时间越长，被阻断的中期分裂相越多，但是染色体也越凝聚和收缩，所以还视各实验室经验而定。二、低渗液（hypotonic solution）低渗液是指渗透压和离子强度均低于正常细胞生理条件的溶液，例如水、低渗的柠檬酸钠或氯化钠、甘油磷酸钾（0.65M）、氯化钾（0.075M）等。低渗效果取决于低渗液的化学组成、低渗的温度和处理时间。低渗处理是凭借反渗透作用使细胞膨胀染色体铺展，同时可使粘附于染色体的核仁物质散开，以便能在一个平面上观察所有染色体形态。实验室中一般选用0.075M KCl为低渗液（具体情况取决于实际操作，鉴于实验的连续性和稳定性，本实验室采用0.35%KCl），其优点有：①染色体轮廓清楚，可染色性强，染色时间短，②用于显带染色时能充分显示带型特点。低渗处理为37℃，15－25分钟，以预设实验条件为准。三、固定液固定液的重要特性是能迅速穿透细胞，将其固定并维持染色体结构的完整性，还要能够增强染色体的嗜碱性，达到优良染色效果。单纯的固定液一般难以达到这些要求，因此在实验中使用两种混和的固定液。由于Carnoy首先使用的甲醇和冰乙酸混合液而称的卡诺氏固定液是效果良好的固定液。Carnoy固定液（甲醇:冰乙酸=3:l）每次使用前需临时配制，长时间放置影响固定效果，固定时间15分钟至24小时，冰箱、室温均可。必要时可改变甲醇和冰乙酸的比例，冰乙酸比例增加，利于细胞膨胀、染色体铺展，但易导致细胞破裂、染色体散失。四、滴片滴片使细胞悬液从一定高处落在载玻片上，淋巴母细胞膜破裂，染色体分散开。载玻片可用冰片和干片，效果均好。滴片后需空气干燥。五、Giemsa染色Giemsa染料不是一种单一染料，而是天青、伊红、甘油和甲醇的混合物，配制后原液储存。在常规染色中，并不比其他染料优越，但在显带技术中，却是无可比拟的。Giemsa工作液在使用前临时配制，浓度可在2.5-10%之间（原液2份加pH7.4磷酸缓冲液10－40份）。染色后，染色质呈红色，细胞核是蓝色。
